日前，加州大学洛杉矶分校Miniscope项目团队基于其第四代微型显微镜（v4版）进行创新，开发出全球首款开源双通道微型显微镜。这项发表于《Science Advances》的研究，通过整合双CMOS传感器和可调焦光学系统，实现了自由行为小鼠的双色同步成像，为神经环路研究开辟了新维度。

研发背景

神经科学研究领域长久以来面临着一个至关重要的挑战，即怎样在自由活动的动物身上同时观测多个神经活动标记物。在神经科学的研究中，了解不同神经群体之间的协同机制对于揭示大脑的奥秘至关重要。而多个神经活动标记物的同步观测，能够为我们提供更全面、更深入的信息。

传统微型显微镜（miniscope）在神经科学研究中曾发挥了重要作用，它能够实现单细胞分辨率钙成像。然而，其单通道设计存在明显的局限性，只能记录单一荧光波长信号。这就使得科学家们在研究过程中，无法同时获取多个神经活动标记物的信息，限制了对神经群体协同机制的深入研究。

随着基因编码荧光探针的快速发展，科学家们对技术的需求也在不断提高。他们迫切需要一种能够同步捕捉多波长信号的技术，以此来揭示不同神经群体间的协同机制。多波长信号的同步捕捉，能够让科学家们更清晰地观察到不同神经群体之间的相互作用和协同关系。

在研究海马体空间表征稳定性时，动态钙信号（如 GCaMP）与静态细胞标记物（如 dTomato）的同步成像至关重要。海马体对空间记忆和导航意义重大，“表征漂移” 是研究热点。传统方法受限，而同步成像能让科学家精准分析二者关系，为破解 “表征漂移” 现象提供有力支撑，助力深入了解海马体功能及神经机制。

技术创新

基于此，研究团队将目光聚焦在第四代微型显微镜（v4 版）上，以此为基础进行创新研发。经过不懈努力，成功开发出全球首款开源双通道微型显微镜，为神经科学研究带来了新的希望。

在开发过程中，研究团队展现出了卓越的创新能力。他们创新性地将两个 PYTHON480 CMOS 传感器集成到仅 4.8g 的微型化设备中。这一举措不仅实现了设备的小型化，还为同时采集多波长信号提供了可能。如此小巧的设备，却蕴含着强大的功能，体现了科研人员的智慧和精湛技艺。

为了实现不同波长信号的有效分离和采集，研究团队采用了高通透射分光镜。该分光镜能够将 GCaMP（绿色通道）与 dTomato（红色通道）发射光进行分离，同时配合单波段发射滤光片，将通道间串扰控制在 7.5% 以下。这一技术的应用，确保了采集到的信号准确可靠，为后续的数据分析提供了坚实的基础。

在成像方面，独特的滑动调节机构发挥了重要作用。由于 GRIN 透镜会导致约 3.5μm 色差位移，这会影响成像的质量。而滑动调节机构能够对这一偏差进行有效补偿，确保双通道共焦成像。通过这一设计，显微镜能够获得清晰、准确的图像，为科研人员提供更直观的研究数据。

与单通道显微镜相比，该开源双通道微型显微镜具有显著优势。它在保持 1000×1000μm 视野和 30fps 帧率的同时，实现了双波长同步采集。

试验验证

为了深入研究神经活动，本次实验选用了 10 只 C57BL/6J 雄性小鼠作为实验对象，同时，结合 1mm 直径 GRIN 透镜植入技术，为后续的跨日成像实验做好准备。实验场地设定在 1 米线性跑道上，整个成像过程持续了 13 天。

在实体实验中，小鼠需要佩戴 4.8g 的双通道设备进行活动。令人惊喜的是，即便佩戴了该设备，小鼠仍能达到 45.11cm/s 的奔跑速度。这表明该双通道设备对小鼠的活动能力影响较小，不会干扰小鼠的正常行为，为实验数据的准确性提供了保障。

通过七次跨日成像，研究人员取得了重要成果。他们成功追踪到了 150 个 CA1 神经元，对这些神经元的活动情况有了更深入的了解。进一步分析发现，在这些神经元中，有 46.4% 的 dTomato 标记细胞能够在全部实验过程中被稳定检测到。这一结果显示出 dTomato 标记在长期实验中的稳定性。

然而，在 GCaMP 阳性细胞方面，情况有所不同。仅有 22.2% 的 GCaMP 阳性细胞能通过钙信号进行跨日配准。这一数据凸显了静态标记通道的必要性。静态标记通道可以提供更稳定的标记信息，弥补动态钙信号在跨日配准方面的不足。

最后，研究人员通过线性回归分析对通道间串扰情况进行了评估。结果证实，通道间串扰系数显著低于理论值（P < 0.001）。这一结果表明，该双通道设备在信号采集过程中具有较高的可靠性，能够有效减少通道间的干扰，为实验数据的准确性提供了有力支持。